ФОРМИРОВАНИЕ СЛОЖНОЙ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ ДНК В ПРОЦЕССЕ СИНТЕЗА ab initio

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В процессе синтеза ab initio большим фрагментом Bst ДНК-полимеразы образуются продукты со сложной пространственной организацией. Анализ методом атомно-силовой микроскопии продуктов синтеза, полученных с добавлением минимального количества никующей эндонуклеазы Nt.BspD6I, позволил описать структуры, сформированные в результате этого синтеза, и предположить, что их формирование происходит по механизму репликации, зависимой от рекомбинации.

Об авторах

Н. В Зырина

Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН; Институт биологического приборостроения с опытным производством РАН

Пущино, Россия

О. М Селиванова

Институт белка РАН

Пущино, Россия

Е. В Шевченко

Центр диагностики функциональных материалов для медицины, фармакологии и наноэлектроники Санкт-Петербургского государственного университета

Санкт-Петербург, Россия

В. Н Антипова

Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН

Email: valery_a@rambler.ru
Пущино, Россия

Список литературы

  1. Zyrina N. V., Antipova V. N., and Zheleznaya L. A. Ab initio synthesis by DNA polymerases. FEMS Microbiol. Lett., 351 (1), 1 (2014). doi: 10.1111/1574-6968.12326
  2. Zyrina N. V., Zheleznaya L. A., Dvoretsky E. V., VasilievV. D., Chernov A., and Matvienko N. I. N.BspD6I DNA nickase strongly stimulates template-independent synthesis of non-palindromic repetitive DNA by Bst DNA polymerase. Biol. Chem., 388 (4), 367-372 (2007). doi: 10.1515/BC.2007.043
  3. Cheng D. W. and Calderón-Urrea A. Nontemplate polymerization of free nucleotides into genetic elements by thermophilic DNA polymerase in vitro. Nucleosides Nucleotides Nucl. Acids, 30 (11), 979-990 (2011). doi: 10.1080/15257770.2011.628637
  4. Antipova V. N., Reveguk Z. V., Kraynyukov E. S., and Zyrina N. V. Structure of DNA obtained during the ab initio synthesis by Bst DNA polymerase in the presence of the nicking endonuclease from Bacillus stearothermophilus (Nt.BstNBI). J. Biomol. Struct. Dyn., 37 (13), 3314-3321 (2019). doi: 10.1080/07391102.2018.1515662
  5. Andersen E. S., Contera S. A., Knudsen B., Damgaard C. K., Besenbacher F., and Kjems J. Role of the trans-activation response element in dimerization of HIV-1 RNA. J. Biol. Chem., 279 (21), 22243 (2004). doi: 10.1074/jbc.M314326200
  6. Ma H., Jia X., Zhang K., and Su Z. Cryo-EM advances in RNA structure determination. Signal. Transduct. Target Ther., 7 (1), 58 (2022). doi: 10.1038/s41392-022-00916-0
  7. Pierce P. G. and Hancock R. L. Electron microscopy of negatively stained tRNA. Nature, 241, 529-530 (1973). doi: 10.1038/241529a0
  8. Meyer J. Electron microscopy of viral RNA (Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg, 1981)
  9. Железная Л. А., Качалова Г. С., Артюх Р. И., Юнусова А. К., Перевязова Т. А. и Матвиенко Н. И. Никующие эндонуклеазы. Успехи биол. химии, 49, 107-128 (2009)
  10. Klinov D. V., Lagutina I. V., Prokhorov V. V., Neretina T., Khil P. P., Lebedev Y. B., Cherny D. I., Demin V. V., and Sverdlov E. D. High resolution mapping DNAs by R-loop atomic force microscopy. Nucl. Acids Res., 26 (20), 46034610 (1998). doi: 10.1093/nar/26.20.4603
  11. Carrasco-Salas Y., Malapert A., Sulthana S., Molcrette B., Chazot-Franguiadakis L., Bernard P., Ché-din F., Faivre-Moskalenko C., and Vanoosthuyse V. The extruded non-template strand determines the architecture of R-loops. Nucl. Acids Res., 47 (13), 6783-6795 (2019). doi: 10.1093/nar/gkz341
  12. Backert S. R-loop-dependent rolling-circle replication and a new model for DNA concatemer resolution by mitochondrial plasmid mp1. EMBO J., 21 (12), 3128-3136 (2002). doi: 10.1093/emboj/cdf311
  13. Greider C. W. Telomeres do D-loop-T-loop. Cell, 97 (4), 419-422 (1999). doi: 10.1016/s0092-8674(00)80750-3
  14. Axford M. M., Wang Y. H., Nakamori M., Zannis-Hadjopoulos M., Thornton C. A., and Pearson C. E. Detection of slipped-DNAs at the trinucleotide repeats of the myotonic dystrophy type I disease locus in patient tissues. PLoS Genet., 9 (12), e1003866 (2013). doi: 10.1371/journal.pgen.1003866
  15. Sinden R. R., Potaman V. N., Oussatcheva E. A., Pearson C. E., Lyubchenko Y. L., and Shlyakhtenko L. S. Triplet repeat DNA structures and human genetic disease: dynamic mutations from dynamic DNA. J. Biosci., 27, 53-65 (2002). doi: 10.1007/BF02703683
  16. Zhang S., Tang L., Zhang J., Sun W., Liu D., Chen J., Hu B., and Huang Z. Single-atom-directed inhibition of de Novo DNA synthesis in isothermal amplifications. Anal. Chem., 94 (45), 15763-15771 (2022). doi: 10.1021/acs.analchem.2c03489
  17. Ogata N. and Miura T. Genetic information 'created' by archaebacterial DNA polymerase. Biochem. J., 324 (Pt 2), 667-671 (1997). doi: 10.1042/bj3240667
  18. Ogata N. and Morino H. Elongation of repetitive DNA by DNA polymerase from a hyperthermophilic bacterium Thermus thermophilus. Nucl. Acids Res., 28 (20), 39994004 (2000). doi: 10.1093/nar/28.20.3999
  19. Mosig G. Recombination and recombination-dependent DNA replication in bacteriophage T4. Annu. Rev. Genetics, 32, 379-413 (1998). doi: 10.1146/annurev.gen-et.32.1.379
  20. Cheng N., Lo Y. S., Ansari M. I., Ho K. C., Jeng S. T., Lin N. S., and Dai H. Correlation between mtDNA complexity and mtDNA replication mode in developing cotyledon mitochondria during mung bean seed germination. New Phytologist, 213 (2), 751-763 (2017). doi: 10.1111/nph.14158
  21. Severini A., Scraba D. G., and Tyrrell D. L. Branched structures in the intracellular DNA of herpes simplex virus type 1. J. Virology, 70 (5), 3169-3175 (1996). doi: 10.1128/JVI.70.5.3169-3175.1996
  22. Tomaska L., Nosek J., Kar A., Willcox S., and Griffith J. D. A new view of the T-loop junction: implications for self-primed telomere extension, expansion of disease-related nucleotide repeat blocks, and telomere evolution. Front. Genetics, 10, 792 (2019). doi: 10.3389/fgene.2019.00792
  23. Nabetani A. and Ishikawa F. Unusual telomeric DNAs in human telomerase-negative immortalized cells. Mol. Cell. Biol., 29 (3), 703-713 (2009). doi: 10.1128/MCB.00603-08
  24. Wang G., Ding X., Hu J., Wu W., Sun J., and Mu Y. Unusual isothermal multimerization and amplification by the strand-displacing DNA polymerases with reverse transcription activities. Sci. Rep., 7 (1), 13928 (2017). doi: 10.1038/s41598-017-13324-0
  25. Tsai C. H., Chen J., and Szostak J. W. Enzymatic synthesis of DNA on glycerol nucleic acid templates without stable duplex formation between product and template. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 104 (37), 14598-14603 (2007). doi: 10.1073/pnas.0704211104
  26. Oscorbin I. and Filipenko M. Bst polymerase - a humble relative of Taq polymerase. Comput. Struct. Biotechnol. J., 21, 4519-4535 (2023). doi: 10.1016/j.csbj.2023.09.008
  27. Tomaska L., Nosek J., Kar A., Willcox S. and Griffith J. D. A new view of the t-loop junction: implications for self-primed telomere extension, expansion of disease-related nucleotide repeat blocks, and telomere evolution. Front. Genetics, 10, 792 (2019). doi: 10.3389/fgene.2019.00792
  28. Hou K., Yu Y., Li D., Zhang Y., Zhang K., Tong J., Yang K., and Jia S. Alternative lengthening of telomeres and mediated telomere synthesis. Cancers, 14 (9), 2194 (2022). doi: 10.3390/cancers14092194
  29. West S. C. Processing of recombination intermediates by the RuvABC proteins. Annu. Rev. Genetics, 31, 213-244 (1997). doi: 10.1146/annurev.genet.31.1.213
  30. Liang X., Jensen, K., and Frank-Kamenetskii M. D. Very efficient template/primer-independent DNA synthesis by thermophilic DNA polymerase in the presence of a thermophilic restriction endonuclease. Biochemistry, 43 (42), 13459-13466 (2004). doi: 10.1021/bi0489614

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2024