Метаболом черноземов типичных различного вида использования

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Исследовано влияние землепользования на формирование метаболома чернозема типичного. Проанализированы черноземы типичные (Haplic Chernozems) многолетних полевых опытов Курского ФАНЦ (пос. Черемушки, Курская область) четырех видов использования: 55-летний бессменный черный пар, 21-летняя залежь после бессменного черного пара, 4-летние полевые опыты с применением технологии прямого посева и традиционной обработки. Для изучения почвенного метаболома проводили водную экстракцию фумигированной и нефумигированной почвы с последующим определением содержания водоэкстрагируемого органического углерода (Свэ) и углерода микробной биомассы (Смик) методом высокотемпературного каталитического окисления, а также состава почвенных метаболитов методом газовой хроматографии с масс-спектрометрией. На примере залежи продемонстрировано влияние постагрогенной трансформации черноземов на накопление лабильных форм почвенного углерода. Вспашка черноземов в условиях отсутствия поступления растительного опада приводит к сокращению содержания лабильного углерода. На уровне тенденции показан положительный эффект прямого посева на содержание лабильных форм углерода. По результатам метаболомного анализа черноземов идентифицировано 21 соединение, участвующее в метаболизме углеводов, липидов и азотистых веществ. С помощью индекса разнообразия Шеннона продемонстрировано негативное влияние вспашки на сложность метаболомных профилей черноземов. Наиболее контрастные различия в метаболитном составе выявлены между черноземами, находящимися под залежью и паром, которые обусловлены преобладанием вкладов метаболитов растительного и микробного происхождения соответственно. Наблюдается тенденция к накоплению метаболитов растительного происхождения в черноземе, формирующемся в условиях применения прямого посева. Установлено, что в метаболомном профиле пахотных черноземов доминируют компоненты углеводного обмена, а в непахотных – компоненты азотистого и липидного обмена.

Об авторах

Ю. Р. Фарходов

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Автор, ответственный за переписку.
Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-0210-380X
Россия, Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017

Н. А. Куликова

МГУ им. М.В. Ломоносова

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, Ленинские горы, 1, Москва, 119991

Н. Н. Данченко

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017

В. П. Белобров

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017

Н. В. Ярославцева

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017

В. И. Лазарев

Курский федеральный аграрный научный центр

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, ул. Карла Маркса, 70Б, Курск, 305021

С. А. Крысанов

Северный (Арктический) федеральный университет им. М.В. Ломоносова

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, набережная Северной Двины, 17, Архангельск, 163002

В. А. Холодов

Почвенный институт им. В.В. Докучаева

Email: yulian.farkhodov@yandex.ru
Россия, Пыжевский пер., 7, стр. 2, Москва, 119017

Список литературы

  1. Воробьева Л.А. Теория и практика химического анализа почв. М.: ГЕОС, 2006. 400 с.
  2. Гончаров Н.В., Уколов А.И., Орлова Т.И., Мигаловская Е.Д., Войтенко Н.Г. Метаболомика: на пути интеграции биохимии, аналитической химии, информатики // Успехи современной биологии. 2015. Т. 135. № 1. С. 3–17.
  3. Евдокимов И.В. Методы определения биомассы почвенных микроорганизмов // Russian Journal of Ecosystem Ecology. 2018. № 3. С. 1–20. https://doi.org/10.21685/2500-0578-2018-3-5
  4. Классификация и диагностика почв России. Смоленск: Ойкумена, 2004. 342 с.
  5. Корчагин А.А., Мазиров М.А., Щукин И.М. Общее земледелие: учебное пособие. Владимир: Изд-во ВлГУ, 2021. 193 с.
  6. Никитин Д.А., Иванова Е.А., Железова А.Д., Семенов М.В., Гаджиумаров Р.Г., Тхакахова А.К., и др. Оценка влияния технологии no-till и вспашки на микробиом южных агрочерноземов // Почвоведение. 2020. № 12. С. 1508–1520.
  7. Полянская Л.М., Суханова Н.И., Чакмазян К.В., Звягинцев Д.Г. Особенности изменения структуры микробной биомассы почв в условиях залежи // Почвоведение. 2012. № 7. С. 792–792.
  8. Фрунзе Н.И. Разнообразие аминокислот чернозема типичного (Молдавия) // Почвоведение. 2014. № 12. С. 1483–1489.
  9. Холодов В.А., Фарходов Ю.Р., Ярославцева Н.В., Айдиев А.Ю., Лазарев В.И., Ильин Б.С., и др.. Термолабильное и термостабильное органическое вещество черноземов разного землепользования // Почвоведение. 2020. № 8. С. 970–982. https://doi.org/10.31857/S0032180X20080080
  10. Холодов В.А., Ярославцева Н.В. Агрегаты и органическое вещество почв восстанавливающихся ценозов. М.: ГЕОС, 2021. 119 с.
  11. Холодов В.А., Фарходов Ю.Р., Ярославцева Н.В., Данченко Н.Н., Ильин Б.С., Лазарев В.И. Водоэкстрагируемый и микробный углерод черноземов разного вида использования // Бюл. Почв. ин-та им В.В. Докучаева. 2022. № 112. С. 122–133. https://doi.org/10.19047/0136-1694-2022-112-122-133
  12. Aksenov A.A., Laponogov I., Zhang Z., Doran S.L.F., Belluomo I., Veselkov D., et al. Auto-deconvolution and molecular networking of gas chromatography–mass spectrometry data // Nature Biotechnology. 2021. V. 39. № 2. P. 169–173. https://doi.org/10.1038/s41587-020-0700-3
  13. Chantigny M.H. Dissolved and water-extractable organic matter in soils: a review on the influence of land use and management practices // Geoderma. 2003. V. 113. № 3. P. 357–380. https://doi.org/10.1016/S0016-7061(02)00370-1
  14. Cheng H., Yuan M., Tang L., Shen Y., Yu Q., Li S. Integrated microbiology and metabolomics analysis reveal responses of soil microorganisms and metabolic functions to phosphorus fertilizer on semiarid farm // Sci. Total Environ. 2022. V. 817. P. 152878. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.152878
  15. Chinou I. Primary and secondary metabolites and their biological activity // Chromatographic Sci. Series. 2008. V. 99. P. 59.
  16. Domingues R., Bondar M., Palolo I., Queirós O., de Almeida C.D., Cesário M.T. Xylose Metabolism in Bacteria–Opportunities and Challenges towards Efficient Lignocellulosic Biomass-Based Biorefineries // Appl. Sci. 2021. V. 11. № 17. P. 8112. https://doi.org/10.3390/app11178112
  17. Elbein A.D., Pan Y.T., Pastuszak I., Carroll D. New insights on trehalose: a multifunctional molecule // Glycobiology. 2003. V. 13. № 4. P. 17R–27R. https://doi.org/10.1093/glycob/cwg047
  18. Fischer H., Meyer A., Fischer K., Kuzyakov Y. Carbohydrate and amino acid composition of dissolved organic matter leached from soil // Soil Biol. Biochem. 2007. V. 39. № 11. P. 2926–2935. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2007.06.014
  19. Gancedo C. Energy-yielding metabolism // The yeasts. 1989. V. 3. P. 205–259.
  20. Gunina A., Kuzyakov Y. Sugars in soil and sweets for microorganisms: Review of origin, content, composition and fate // Soil Biol. Biochem. 2015. V. 90. P. 87–100. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2015.07.021
  21. Helgason B.L., Walley F.L., Germida J.J. Fungal and Bacterial Abundance in Long-Term No-Till and Intensive-Till Soils of the Northern Great Plains // Soil Sci. Soc. Am. J. 2009. V. 73. № 1. P. 120–127. https://doi.org/10.2136/sssaj2007.0392
  22. Hollywood K., Brison D.R., Goodacre R. Metabolomics: Current technologies and future trends // PROTEOMICS. 2006. V. 6. № 17. P. 4716–4723. https://doi.org/10.1002/pmic.200600106
  23. ISO 8245. Water quality–guidelines for the determination of total organic carbon (TOC) and dissolved organic carbon (DOC). 1999.
  24. ISO 10694:1995 – Soil quality – Determination of organic and total carbon after dry combustion (elementary analysis). 1995.
  25. Iturriaga G., Suárez R., Nova-Franco B. Trehalose Metabolism: From Osmoprotection to Signaling // Int. J. Molecular Sci. 2009. V. 10. № 9. P. 3793–3810. https://doi.org/10.3390/ijms10093793
  26. Jones O.A.H., Maguire M.L., Griffin J.L., Dias D.A., Spurgeon D.J., Svendsen C. Metabolomics and its use in ecology // Austral Ecology. 2013. V. 38. № 6. P. 713–720. https://doi.org/10.1111/aec.12019
  27. Kind T., Wohlgemuth G., Lee D.Y., Lu Y., Palazoglu M., Shahbaz S., et al. FiehnLib: Mass Spectral and Retention Index Libraries for Metabolomics Based on Quadrupole and Time-of-Flight Gas Chromatography/Mass Spectrometry // Anal. Chem. 2009. V. 81. № 24. P. 10038–10048. https://doi.org/10.1021/ac9019522
  28. Li M., He P., Guo X.-L., Zhang X., Li L.-J. Fifteen-year no tillage of a Mollisol with residue retention indirectly affects topsoil bacterial community by altering soil properties // Soil Till. Res. 2021. V. 205. P. 104804. https://doi.org/10.1016/j.still.2020.104804
  29. Liu K., Ding X., Wang J. Soil metabolome correlates with bacterial diversity and co-occurrence patterns in root-associated soils on the Tibetan Plateau // Sci. Total Environ. 2020. V. 735. P. 139572. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.139572
  30. Misra B.B. Data normalization strategies in metabolomics: Current challenges, approaches, and tools // Eur. J. Mass Spectrometry. 2020. V. 26. № 3. P. 165–174. https://doi.org/ 10.1177/1469066720918446
  31. Miura M., Hill P.W., Jones D.L. Impact of a single freeze-thaw and dry-wet event on soil solutes and microbial metabolites // Appl.Soil Ecology. 2020. V. 153. P. 103636. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2020.103636
  32. Oades J.M. Soil organic matter and structural stability: mechanisms and implications for management // Plant and Soil. 1984. V. 76. № 1. P. 319–337. https://doi.org/10.1007/BF02205590
  33. Patel A., Patel N., Ali A., Alim H. Chapter 4 – Metabolic engineering of plant primary–secondary metabolism interface // Genomics, Transcriptomics, Proteomics and Metabolomics of Crop Plants. Academic Press, 2023. P. 69–87. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-95989-6.00015-2
  34. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. 2022. https://www.R-project.org/
  35. Reina-Bueno M., Argandoña M., Nieto J.J., Hidalgo-García A., Iglesias-Guerra F., Delgado M.J., et al. Role of trehalose in heat and desiccation tolerance in the soil bacterium Rhizobium etli // BMC Microbiology. 2012. V. 12. № 1. P. 207. https://doi.org/10.1186/1471-2180-12-207
  36. Rochfort S., Ezernieks V., Mele P., Kitching M. NMR metabolomics for soil analysis provide complementary, orthogonal data to MIR and traditional soil chemistry approaches – a land use study // Magnetic Resonance in Chemistry. 2015. V. 53. № 9. P. 719–725. https://doi.org/10.1002/mrc.4187
  37. Romero C.M., Engel R.E., D’Andrilli J., Chen C., Zabinski C., Miller P.R., et al. Bulk optical characterization of dissolved organic matter from semiarid wheat-based cropping systems // Geoderma. 2017. V. 306. P. 40–49. https://doi.org/10.1016/j.geoderma.2017.06.029
  38. Samson M.-E., Chantigny M.H., Vanasse A., Menasseri-Aubry S., Royer I., Angers D.A. Management practices differently affect particulate and mineral-associated organic matter and their precursors in arable soils // Soil Biol. Biochem. 2020. V. 148. P. 107867. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2020.107867
  39. Song Y., Yao S., Li X., Wang T., Jiang X., Bolan N. et al. Soil metabolomics: Deciphering underground metabolic webs in terrestrial ecosystems // Eco-Environment Health. 2024. V. 3. № 2. P. 227–237. https://doi.org/10.1016/j.eehl.2024.03.001
  40. Swenson T.L., Jenkins S., Bowen B.P., Northen T.R. Untargeted soil metabolomics methods for analysis of extractable organic matter // Soil Biol. Biochem. 2015. V. 80. P. 189–198. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2014.10.007
  41. Toosi E.R., Castellano M.J., Singer J.W., Mitchell D.C. Differences in Soluble Organic Matter After 23 Years of Contrasting Soil Management // Soil Sci. Soc. Am. J. 2012. V. 76. № 2. P. 628–637. https://doi.org/10.2136/sssaj2011.0280
  42. Vance E.D., Brookes P.C., Jenkinson D.S. An extraction method for measuring soil microbial biomass C // Soil Biol. Biochem. 1987. V. 19. № 6. P. 703–707. https://doi.org/10.1016/0038-0717(87)90052-6
  43. Warren C.R. Response of osmolytes in soil to drying and rewetting // Soil Biol. Biochem. 2014. V. 70. P. 22–32. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2013.12.008
  44. Warren C.R., Manzoni S. When dry soil is re-wet, trehalose is respired instead of supporting microbial growth // Soil Biol. Biochem. 2023. V. 184. P. 109121. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2023.109121
  45. World Reference Base for Soil Resources 2014, International soil classification system for naming soils and creating legends for soil maps Rome: FAO, 2015. 203 p.
  46. Xu L., Jin S., Su Y., Lyu X., Yan S., Wang C., et al. Combined metagenomics and metabolomic analysis of microbial community structure and metabolic function in continuous soybean cropping soils of Songnen Plain, China // Chemical and Biological Technologies in Agriculture. 2024. V. 11. № 1. P. 46. https://doi.org/10.1186/s40538-024-00569-x
  47. Yao S., Bian Y., Jiang X., Song Y. Characterization of dissolved organic matter distribution in forestland and farmland of mollisol based on untargeted metabolomics // Soil Ecology Lett. 2023. V. 5. № 4. P. 230179. https://doi.org/10.1007/s42832-023-0179-1
  48. Zhang A., Sun H., Xu H., Qiu S., Wang X. Cell metabolomics // Omics. 2013. V. 17. № 10. P. 495-501. https://doi.org/10.1089/omi.2012.0090
  49. Zhang J., Zhou D., Yuan X., Xu Y., Chen C., Zhao L. Soil microbiome and metabolome analysis reveals beneficial effects of ginseng–celandine rotation on the rhizosphere soil of ginseng-used fields // Rhizosphere. 2022. V. 23. P. 100559. https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2022.100559
  50. Zhao Y., Yao Y., Xu H., Xie Z., Guo J., Qi Z., et al. Soil metabolomics and bacterial functional traits revealed the responses of rhizosphere soil bacterial community to long-term continuous cropping of Tibetan barley // PeerJ. 2022. V. 10. P. e13254. https://doi.org/10.7717/peerj.13254
  51. Zheng F., Wu X., Zhang M., Liu X., Song X., Lu J., et al. Linking soil microbial community traits and organic carbon accumulation rate under long-term conservation tillage practices // Soil Till. Res. 2022. V. 220. P. 105360.https://doi.org/10.1016/j.still.2022.105360
  52. Zuber S.M., Villamil M.B. Meta-analysis approach to assess effect of tillage on microbial biomass and enzyme activities // Soil Biol. Biochem. 2016. V. 97. P. 176–187. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2016.03.011

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение
Скачать (18KB)
Метаданные
3. Рис. 1. Кластерограмма относительного содержания метаболитов черноземов типичных различного вида использования.

Скачать (687KB)
Метаданные
4. Рис. 2. Разнообразие метаболитного состава черноземов типичных по индексу Шеннона.

Скачать (391KB)
Метаданные
5. Рис. 3. Групповой метаболитный состав черноземов типичных.

Скачать (649KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025