Бактериальные сообщества почв в зоне воздействия солеотвала города Соликамска, Пермский край

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

С использованием метода высокопроизводительного секвенирования гена 16S рРНК проанализирован таксономический состав бактериальных сообществ почвы (Technosol и Retisol) вблизи солеотвала калийного предприятия, г. Соликамск, Пермский край. Исследованы образцы почвы без растений и ризосферы растений вида вейник наземный (Calamagrostis epigeios (L.) Roth) с участков, расположенных в 1–1.5, 8 м, 780 м и 11 км от солеотвала. Обнаружено, что во всех почвенных образцах преобладали бактерии филумов Pseudomonadota, Bacteroidota, Actinomycetota, Acidobacteriota, Verrucomicrobiota, Gemmatimonadota. Наибольшее влияние на таксономический состав бактериальных сообществ галитовые отходы оказывали на почвы участков в зоне засоления, расположенных на расстоянии 1–1.5 м. В образцах почвы без растений, отобранных на данных участках, относительно почв без засоления (на расстоянии 8, 780 м, 11 км от солеотвала), преобладали бактерии порядка “Candidatus Actinomarinales”, снижалась доля в бактериальных сообществах представителей филумов Acidobacteriota, Verrucomicrobiota, класса Actinobacteria и семейства Chitinophagaceae, увеличивалась доля бактерий семейства Xanthomonadaceae. В бактериальных сообществах ризосферы растений, произрастающих в зоне засоления, уменьшалась доля представителей филума Acidobacteriota и семейств Chitinophagaceae, Enterobacteriaceae, повышалась доля семейств Xanthomonadaceae и Flavobacteriaceae. Выявлено влияние солеотвала на бактериальные почвенные сообщества участков, находящихся находящихся на расстоянии 8 и 730 м от солеотвала, включали представителей порядка “Candidatus Actinomarinales” (1.4–1.6%), семейств Nitrosomonadaceae (3.0–6.1%), Saprospiraceae (1.0–1.9%), рода Ilumatobacter (1.6–2.8%) и некультивируемых бактерий семейства Rhodanobacteraceae (1.3–1.5%).

Об авторах

А. В. Назаров

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: nazarov@iegm.ru
Россия, Пермь

Ю. И. Нечаева

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН

Email: nazarov@iegm.ru
Россия, Пермь

Е. С. Корсакова

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН

Email: nazarov@iegm.ru
Россия, Пермь

А. А. Пьянкова

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН

Email: nazarov@iegm.ru
Реюньон, Пермь

Е. Г. Плотникова

Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН – филиал Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН

Email: nazarov@iegm.ru
Россия, Пермь

Список литературы

  1. Бабошко А.Ю., Бачурин Б.А. Тяжелые металлы в отходах калийной промышленности // Горный информационно-аналитический бюллетень (научнотехнический журнал). 2009. № 5. С. 369–376.
  2. Ерёмченко О.З., Лымарь О.А. Почвенно-экологические условия зоны солеотвалов и адаптация к ним растений // Экология. 2007. № 1. С. 18–23.
  3. Ерёмченко О.З., Четина О.А., Кусакина М.Г., Шестаков И.Е. Техногенные поверхностные образования зоны солеотвалов и адаптация к ним растений. Пермь: Перм. гос. нац. исслед. ун-т, 2013. 148 с.
  4. Иванова Е.А., Першина Е.В., Кутовая О.В., Сергалиев Н.Х., Нагиева А.Г., Жиенгалиев А.Т., Андронов Е.Е. Сравнительный анализ микробных сообществ контрастных почвенных типов в условиях различных фитоценозов // Экология. 2018. № 1. C. 34–44.
  5. Копылов И.С. Геоэкология, гидрогеология и инженерная геология Пермского края. Пермь: Перм. гос. нац. исслед. ун-т, 2021. 501 с.
  6. Коротаев Н.Я. Почвы Пермской области. Пермь: Пермское книжное изд-во, 1962. 277 с.
  7. Корсакова Е.С., Ананьина Л.Н., Назаров A.B., Бачурин В.А., Плотникова Е.Г. Разнообразие бактерий семейства Halomonadaceae района разработок Верхнекамского месторождения солей // Микробиология. 2013. Т. 82. № 2. С. 247–250.
  8. Кузнецова А.И., Иванова Е.А., Самылина О.С., Курбанова Ф.Г., Груздев Д.С., Канапацкий Т.А., Пименов Н.В. Прокариотные сообщества засоленных почв Приэльтонья в почвенной катене вдоль реки Хары // Микробиология. 2020. № 6. С. 658–674.
  9. Кутовая О.В., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Иванова Е.А., Андронов Е.Е. Метагеномная характеристика биологического разнообразия крайнеаридных пустынных почв Казахстана // Почвоведение. 2015. № . 5. С. 554–554.
  10. Лопатовская О.Г., Сугаченко А.А. Мелиорация почв. Засоленные почвы. Иркутск: Иркутский гос. ун-т, 2010. 101 с.
  11. Методы почвенной микробиологии и биохимии / Под ред. Звягинцева Д.Г. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1991. 303 с.
  12. Налиухин А.Н., Хамитова С.М., Глинушкин А.П., Авдеев Ю.М., Снетилова В.С., Лактионов Ю.В., Белозеров Д.А. Изменение метагенома прокариотного сообщества как показатель плодородия пахотных дерново-подзолистых почв при применении удобрений // Почвоведение. 2018. № 3. С. 331–337.
  13. Першина Е.В., Тамазян Г.С., Дольник А.С., Пинаев А.Г., Сергалиев Н.Х., Андронов Е.Е. Изучение структуры микробного сообщества засоленных почв с использованием высокопроизводительного секвенирования // Экологическая генетика. 2012. № 2. С. 32–40.
  14. Практикум по агрохимии / Под ред. Минеева В.Г. М.: Изд-во Моск. ун-та, 2001. 689 с.
  15. Чернов Т.И., Тхакахова А.К., Лебедева М.П., Железова А.Д., Бгажба Н.А., Кутовая О.В. Микробиомы контрастных по засолению почв солонцового комплекса волго-уральского междуречья // Почвоведение. 2018. № 9. С. 1115–1124.
  16. Шкляев А.С., Балков В.А. Климат Пермской области. Пермь: Пермское книжное изд-во, 1963. 163 с.
  17. Andrews S. FastQC: A Quality control tool for high throughput sequence data. UK: Babraham Bioinformatics, Babraham Institute, 2010. 22 p.
  18. Bergmann G.T., Bates S.T., Eilers K.G., Lauber C.L., Caporaso J.G., Walters W.A., Knight R., Fierer N. The under-recognized dominance of Verrucomicrobia in soil bacterial communities // Soil Biol. Biochem. 2011. V. 43. P. 1450–1455. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2011.03.012
  19. Bokulich N.A., Kaehler B.D., Rideout J.R., Dillon M., Bolyen E., Knight R., Gregory Caporaso J. Optimizing taxonomic classification of marker-gene amplicon sequences with QIIME 2’s q2-feature-classifier plugin // Microbiome. 2018. V. 6. P. 1–17. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0470-z
  20. Bolyen E., Rideout J.R., Dillon M.R., Bokulich N.A., Abnet C.C., Al-Ghalith G.A., Caporaso J.G. Reproducible, interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2 // Nat. Biotechnol. 2019. V. 37. P. 852–857. https://doi.org/10.1038/s41587-019-0209-9
  21. Callahan B.J. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data // Nature methods. 2016. V. 13. P. 581–583. https://doi.org/10.1038/nmeth.3869
  22. Canfora L., Bacci G., Pinzari F., Lo Papa G., Dazzi C., Benedetti A. Salinity and bacterial diversity: to what extent does the concentration of salt affect the bacterial community in a saline soil // PLos ONE. 2014. V. 9. P. e106662. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0106662
  23. Dhondge H.V., Barvkar V.T., Paul D., Dastager S.G., Pable A.A., Nadaf A.B. Exploring the core microbiota in scented rice (Oryza sativa L.) rhizosphere through metagenomics approach // Microbiol. Res. 2022. V. 263. P. 127157. https://doi.org/10.1016/j.micres.2022.127157
  24. Fierer N., Jackson J.A., Vilgalys R., Jackson R.B. Assessment of soil microbial community structure by use of taxon-specific quantitative PCR assays // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 4117–4120.
  25. Hernandez E.G., Baraza E., Smit C., Berg M.P., Salles J.F. Salt Marsh Elevation Drives root microbial composition of the native invasive grass Elytrigia atherica // Microorganisms. 2020. V. 8. P. 1619. https://doi.org/10.3390/microorganisms8101619
  26. Högfors-Rönnholm E., Christel S., Lillhonga T., Engblom S., Österholm P., Dopson M. Biodegraded peat and ultrafine calcium carbonate result in retained metals and higher microbial diversities in boreal acid sulfate soil // Soil Ecol. Lett. 2020. V. 2. P. 120–130. https://doi.org/10.1007/s42832-020-0039-1
  27. Iranzo J., Rodriguez-Valera F. Genomes of the “Candidatus Actinomarinales” order: highly streamlined marine epipelagic Actinobacteria // Msystems. 2020. V. 6. P. 1110–1128. https://doi.org/10.1128/mSystems.01041-20.
  28. Kearl J., McNary C., Lowman J. S., Mei C., Aanderud Z.T., Smith S.T., Nielsen B.L. Salt-tolerant halophyte rhizosphere bacteria stimulate growth of alfalfa in salty soil // Front. Microbiol. 2019. V. 10. P. 1849. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.01849
  29. Luo Y.J., Xie B.S., Lv X.L., Cai M., Wang Y.N., Cui H.L., Cai H., Wu X.L. Marinobacter shengliensis sp. nov., a moderately halophilic bacterium isolated from oil-contaminated saline soil // Antonie Van Leeuwenhoek. 2015. V. 107. P. 1085–1094. https://doi.org/10.1007/s10482-015-0401-y
  30. Luo J., Zhang Z., Hou Y., Diao F., Hao B., Bao Z., Wang L., Guo W. Exploring Microbial resource of different rhizocompartments of dominant plants along the salinity gradient around the hypersaline Lake Ejinur // Front. Microbiol. 2021. V. 12. P. 698479. https://doi: 10.3389/fmicb.2021.698479
  31. Lynch J.M. The Rhizosphere. Chichester / UK: John Wiley & Sons, 1992. 238 p.
  32. Nadeem S., Bakken L.R., Frostegard A., Gaby J.C., Dörsch P. Contingent effects of liming on N2O-emissions driven by autotrophic nitrification // Front. Environ. Sci. 2020. V. 8. P. 598513. https://doi.org/10.3389/fenvs.2020.598513
  33. Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Peplies J., Glöckner F.O. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools // Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. P. D590–D596. https://doi.org/10.1093/nar/gks1219
  34. Rokins D.P., Gopal N.O., Anandham R., Saraswathi R. The impact of different planting systems on the bacterial diversity of rice cultivated in saline soil based on 16s rRNA gene-based metagenomic insights // Agriculture. 2022. V. 12. P. 1624. https://doi.org/10.3390/agriculture12101624
  35. Song T., Liang Q., Du Z., Wang X., Chen G., Du Z., Mu D. Salinity gradient controls microbial community structure and assembly in coastal solar salterns // Genes. 2022. V. 13. P. 385. https://doi.org/10.3390/genes13020385
  36. Soothar M.K., Hamani M, Sardar M.F., Sootahar M.K., Fu Y., Rahim R., Soothar J.K., Bhatti S.M., Abubakar S.A., Gao Y., Sun J. Seedlings rhizosphere microbial community as responded to acidic biochar amendment under saline conditions // Front. Microbiol. V. 12. P. 789235. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.789235.
  37. Wickham H. ggplot2: Elegant graphics for data analysis. New York: Springer-Verlag, 2016. 124 p.
  38. Xie K.H., Deng Y., Zhang S.C., Zhang W.H., Liu J.R., Xie Y.L. Prokaryotic community distribution along an ecological gradient of salinity in surface and subsurface saline soils // Sci Rep. 2017. V. 7. P. 13332. https://doi.org/10.1038/s41598-017-13608-5
  39. Yang J., Li W., Teng D., Yang X., Zhang Y., Li Y. Metagenomic insights into microbial community structure, function, and salt adaptation in saline soils of arid land, China // Microorganisms. 2022. V. 10. P. 2183. https://doi.org/10.3390/microorganisms
  40. Zeng F., Zhu Y., Zhang D., Zhao Z., Li Q., Ma P., Zhang G., Wang Y., Wu S., Guo S., Sun G. Metagenomic analysis of the soil microbial composition and salt tolerance mechanism in Yuncheng Salt Lake, Shanxi Province // Front. Microbiol. 2022. V. 13 P. 1004556. https://doi.org /10.3389/fmicb.2022.1004556
  41. Zhang Y., Sun X., Qian C., Li L., Shang X., Xiao X., Gao Y. Impact of petroleum contamination on the structure of saline soil bacterial communities // Current Microbiology. 2022. V. 79. P. 351. https://doi.org/10.1007/s00284-022-03057-3

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структура бактериальных сообществ изучаемых почв и ризосферы растений вейника наземного на уровне филумов. Таксоны, численность которых не превышает 1%, отмечены как Other. Образцы почвы без растений: 1S, 2S, 3S, 4S, 5S; образцы ризосферы: 1SR, 2SR, 3SR, 4SR, 5SR

Скачать (245KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Преобладающие семейства бактерий в почве без растений (показаны 25 семейств, характеризующихся наибольшим процентным содержанием). Тепловая карта отражает процентное содержание семейств в исследуемых образцах

Скачать (480KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Преобладающие семейства бактерий в ризосфере вейника наземного (показаны 25 семейств, характеризующихся наибольшим процентным содержанием). Тепловая карта отражает процентное содержание семейств в исследуемых образцах

Скачать (464KB)
Метаданные
5. Дополнительные материалы
Скачать (19KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024