Разработка экспериментального подхода к репрограммированию праймированных плюрипотентных стволовых клеток человека в наивное состояние

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Плюрипотентные стволовые клетки (ПСК) человека в условиях in vitro находятся в наивном или праймированном состоянии плюрипотентности. Находясь в том или ином состоянии, ПСК имеют различные потенциалы дифференцировки во внезародышевые и зародышевые клетки эмбриона. Наивные ПСК по профилю экспрессии и эпигенетическому паттерну генома сравнимы с клетками внутренней клеточной массы бластоцисты. В то же время, праймированные ПСК по своим характеристикам схожи с клетками постимплантационного эпибласта. Репрограммирование праймированных ПСК в наивное состояние и поддержание этого состояния при культивировании является инструментом для изучения эпигенетических процессов преимлантационного развития эмбриона человека, а также механизмов дифференцировки ПСК в производные зародышевых листков и внезародышевых тканей эмбриона. Целью нашего исследования было репрограммирование праймированных индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) человека в наивное состояние плюрипотентности, а в дальшейшем получение культуры ИПСК, гомогенной по состоянию плюрипотентности. Благодаря разработанному нами протоколу, удалось получить ИПСК, близкие к наивному состоянию. Протокол включает применение ростовых факторов FGF2, TGFβ1 и ингибирования GSK3β и сигнального пути MEK/ERK (2iF среда). При этом обязательна предварительная обработка праймированных ИПСК ингибиторами деацетилазы гистонов (HDACi), которая приводит к измению морфологии клеток и профиля и экспрессии генов ПСК в сторону более раннего состояния плюрипотентности. При обработке праймированных ИПСК НDACi и последующим их культивировании в 2iF среде получили ИПСК, сопоставимые по морфологии колоний и профилю экспрессии генов-маркеров наивного состояния с контрольными наивными ИПСК, полученными в среде RSeT.

Об авторах

В. К. Абдыев

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: mailtovepa@gmail.com
Россия, 119334, Москва, Вавилова, 26

А. Л. Риппа

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: mailtovepa@gmail.com
Россия, 119334, Москва, Вавилова, 26

Н. А. Аракелян

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: mailtovepa@gmail.com
Россия, 119334, Москва, Вавилова, 26

Е. А. Воротеляк

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: mailtovepa@gmail.com
Россия, 119334, Москва, Вавилова, 26

А. В. Васильев

Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: mailtovepa@gmail.com
Россия, 119334, Москва, Вавилова, 26

Список литературы

  1. Ávila-González D., Portillo W., García-López G. et al. Unraveling the spatiotemporal human pluripotency in embryonic development // Front. Cell Dev. Biol. 2021. V. 9. https://doi.org/10.3389/FCELL.2021.676998/BIBTEX
  2. Blakeley P., Fogarty N.M.E., Del Valle I. et al. Defining the three cell lineages of the human blastocyst by single-cell RNA-seq // Development. 2015. V. 142. № 18. P. 3151–3165. https://doi.org/10.1242/dev.123547
  3. Chen H., Aksoy I., Gonnot F. et al. Reinforcement of STAT3 activity reprogrammes human embryonic stem cells to naive-like pluripotency // Nat. Commun. 2015. V. 6. №1. https://doi.org/10.1038/ncomms8095
  4. Chen T., Ueda Y., Xie S., Li E. A Novel Dnmt3a isoform produced from an alternative promoter localizes to euchromatin and its expression correlates with activede covo methylation // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 41. P. 38746–38754. https://doi.org/10.1074/JBC.M205312200
  5. Collier A.J., Panula S.P., Schell J.P. et al. Comprehensive cell surface protein profiling identifies specific markers of human naive and primed pluripotent states // Cell Stem Cell. 2017. V. 20. № 6. P. 874–890.e7. https://doi.org/10.1016/J.STEM.2017.02.014
  6. Dahéron L., Opitz S. L., Zaehres H. et al. LIF/STAT3 signaling fails to maintain self-renewal of human embryonic stem cells // Stem Cells. 2004. V. 22. № 5. P. 770–778. https://doi.org/10.1634/stemcells.22-5-770
  7. Evans M.J., Kaufman M.H. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos // Nature. 1981. V. 292. № 5819. P. 154–156. https://doi.org/10.1038/292154a0
  8. Gafni O., Weinberger L., Mansour A.A. et al. Derivation of novel human ground state naive pluripotent stem cells // Nature. 2013. V. 504. № 7479. P. 282–286. https://doi.org/10.1038/nature12745
  9. Gharibi B., Gonçalves E., Nashun B. et al. A FGF2-mediated incoherent feedforward loop induces Erk inhibition and promotes naïve pluripotency // BioRxiv. 2020. https://doi.org/10.1101/2020.11.11.378869
  10. Gordeev M.N., Bakhmet E.I., Tomilin A.N. Pluripotency dynamics during embryogenesis and in cell culture // Russ. J. Dev. Biol. 2021. V. 52 № 6. P. 379–389. https://doi.org/10.1134/S1062360421060059
  11. Göttlicher M., Minucci S., Zhu P. et al. Valproic acid defines a novel class of HDAC inhibitors inducing differentiation of transformed cells // EMBO J. 2001. V. 20. № 24. P. 6969–6978. https://doi.org/10.1093/emboj/20.24.6969
  12. Guo G., Meyenn F. Von, Rostovskaya M. et al. Epigenetic resetting of human pluripotency // Development. 2018. V. 145. № 8. https://doi.org/10.1242/dev.166397
  13. Guo G., Stirparo G.G., Strawbridge S.E. et al. Human naive epiblast cells possess unrestricted lineage potential // Cell Stem Cell. 2021. V. 28. № 6. P. 1040–1056.e6. https://doi.org/10.1016/J.STEM.2021.02.025
  14. Hanna J., Cheng A.W., Saha K. et al. Human embryonic stem cells with biological and epigenetic characteristics similar to those of mouse ESCs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 20. P. 9222–9227. https://doi.org/10.1073/pnas.1004584107
  15. Huangfu D., Maehr R., Guo W. et al. Induction of pluripotent stem cells by defined factors is greatly improved by small-molecule compounds // Nat. Biotechnol. 2008. V. 26. № 7. P. 795–797. https://doi.org/10.1038/nbt1418
  16. Ito K., Adcock I.M. Histone acetylation and histone deacetylation // Mol. Biotechnol. 2002. V. 20. № 1. P. 99–106. https://doi.org/10.1385/MB:20:1:099
  17. Jeronimo C., Robert F. The mediator complex: at the nexus of RNA polymerase II transcription // Trends Cell Biol. 2017. V. 27. № 10. P. 765–783. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2017.07.001
  18. Johnstone R.W. Histone-deacetylase inhibitors: novel drugs for the treatment of cancer // Nat. Rev. Drug Discov. 2002. V. 1. № 4. P. 287–299. https://doi.org/10.1038/nrd772
  19. Kilens S., Meistermann Di., Moreno Di. et al. Parallel derivation of isogenic human primed and naive induced pluripotent stem cells // Nat. Commun. 2018. V. 9. № 1. P. 1–13. https://doi.org/10.1038/s41467-017-02107-w
  20. Lagarkova M.A., Eremeev A.V., Svetlakov A.V. Human embryonic stem cell lines isolation, cultivation, and characterization // In Vitro Cell. Dev. Biol. 2010. V. 46. № 3–4. P. 284–293. https://doi.org/10.1007/s11626-010-9282-6
  21. Lau K.X., Mason E.A., Kie J. et al. Unique properties of a subset of human pluripotent stem cells with high capacity for self-renewal // Nat. Commun. 2020. V. 11. № 1. P. 1–18. https://doi.org/10.1038/s41467-020-16214-8
  22. Leitch H.G., McEwen K.R., Turp A. et al. Naive pluripotency is associated with global DNA hypomethylation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. № 3. P. 311–316. https://doi.org/10.1038/nsmb.2510
  23. Levenstein M.E., Ludwig T.E., Xu R.-H. et al. Basic fibroblast growth factor support of human embryonic stem cell self-renewal // Stem Cells. 2006. V. 24. № 3. P. 568–574. https://doi.org/10.1634/STEMCELLS.2005-0247
  24. Liu T., Li J., Yu L. et al. Cross-species single-cell transcriptomic analysis reveals pre-gastrulation developmental differences among pigs, monkeys, and humans // Cell Discov. 2021. V. 7. № 1. P. 1–17. https://doi.org/10.1038/s41421-020-00238-x
  25. Liu X., Nefzger C.M., Rossello F.J. et al. Comprehensive characterization of distinct states of human naive pluripotency generated by reprogramming // Nat. Methods. 2017. V. 4. № 11. P. 1055–1062. https://doi.org/10.1038/nmeth.4436
  26. Lynch C.J., Bernad R., Martínez-Val A. et al. Global hyperactivation of enhancers stabilizes human and mouse naive pluripotency through inhibition of CDK8/19 Mediator kinases // Nat. Cell Biol. 2020. V. 22. № 10. P. 1223–1238. https://doi.org/10.1038/s41556-020-0573-1
  27. Mazid M.A., Ward C., Luo Z. et al. Rolling back human pluripotent stem cells to an eight-cell embryo-like stage // Nature. 2022. V. 605. № 7909. P. 315–324. https://doi.org/10.1038/s41586-022-04625-0
  28. Molè M.A., Coorens T.H.H., Shahbazi M.N. et al. A single cell characterisation of human embryogenesis identifies pluripotency transitions and putative anterior hypoblast centre // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. P. 1–12. https://doi.org/10.1038/s41467-021-23758-w
  29. Nichols J., Smith A. Naive and primed pluripotent states // Cell Stem Cell. V. 4. № 6. P. 487–492. https://doi.org/10.1016/j.stem.2009.05.015
  30. Novo C.L.A. Tale of two states: pluripotency regulation of telomeres // Front. Cell Dev. Biol. 2021. V. 9. https://doi.org/10.3389/FCELL.2021.703466
  31. Okashita N., Kumaki Y., Ebi K. et al. PRDM14 promotes active DNA demethylation through the Teneleven translocation (TET)-mediated base excision repair pathway in embryonic stem cells // Development. 2014. V. 141. № 2. P. 269–280. https://doi.org/10.1242/dev.099622
  32. Posfai E., Schell J.P., Janiszewski A. et al. Evaluating totipotency using criteria of increasing stringency // Nat. Cell Biol. 2021. V. 23. № 1. P. 49–60. https://doi.org/10.1038/s41556-020-00609-2
  33. Rossant J., Tam P.P.L. New insights into early human development: lessons for stem cell derivation and differentiation // Cell Stem Cell. 2017. V. 20. № 1. P. 18–28. https://doi.org/10.1016/j.stem.2016.12.004
  34. Saraiva N.Z., Oliveira C.S., Garcia J.M. Histone acetylation and its role in embryonic stem cell differentiation // World J. Stem Cells. 2010. V. 2. № 6. P. 121. https://doi.org/10.4252/WJSC.V2.I6.121
  35. Seki Y. PRDM14 is a unique epigenetic regulator stabilizing transcriptional networks for pluripotency // Front. Cell Dev. Biol. 2018. V. 6. № 12. https://doi.org/10.3389/fcell.2018.00012
  36. Seto E., Yoshida M. Erasers of histone acetylation: the histone deacetylase enzymes // Cold Spring Harb. perspect. biol. 2014. V. 6. № 4. P. a018713. https://doi.org/10.1101/CSHPERSPECT.A018713
  37. Shahbazi M.N. Mechanisms of human embryo development: from cell fate to tissue shape and back // Development. 2020. V. 147. № 14. https://doi.org/10.1242/dev.190629
  38. Sim Y.-J., Kim M.-S., Nayfeh A., Yun Y.-J. et al. 2i Maintains a naive ground state in ESCs through two distinct epigenetic mechanisms // Stem Cell Reports. 2017. V. 8. № 5. P. 1312–1328. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2017.04.001
  39. Smith A.G. Embryo-derived stem cells: of mice and men // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2003. V. 17. № 1. P. 435–462. https://doi.org/10.1146/ANNUREV.CELLBIO.17.1.435
  40. Strahl B.D., Allis C.D. The language of covalent histone modifications // Nature. 2000. V. 403. № 6765. P. 41–45. https://doi.org/10.1038/47412
  41. Takahashi K., Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors // Cell. V. 126. № 4. P. 663–676. https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.07.024
  42. Vallier L., Mendjan S., Brown S. et al. Activin/Nodal signalling maintains pluripotency by controlling Nanog expression // Development. 2009. V. 136. № 8. P. 1339–1349. https://doi.org/10.1242/dev.033951
  43. Ware C.B., Nelson A.M., Mecham B. et al. Derivation of naive human embryonic stem cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. № 12. P. 4484–4489. https://doi.org/10.1073/pnas.1319738111
  44. Ware C.B., Wang L., Mecham B.H. et al. Histone deacetylase inhibition elicits an evolutionarily conserved self-renewal program in embryonic stem cells // Cell Stem Cell. 2009. V. 4. № 4. P. 359–369. https://doi.org/10.1016/j.stem.2009.03.001
  45. Weatherbee B.A.T., Cui T., Zernicka-Goetz M. Modeling human embryo development with embryonic and extra-embryonic stem cells // Dev. Biol. 2021. V. 474. P. 91–99. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2020.12.010
  46. Wolffe A.P. Sinful repression // Nature. 1997. V. 387. № 6628. P. 16–17. https://doi.org/10.1038/387016a0
  47. Yamamoto M., Suwa Y., Sugiyama K. et al. PRDM14-CtBP1/2-PRC2 complex regulates transcriptional repression during transition from primed to naïve pluripotency // J. Cell Sci. 2020. https://doi.org/10.1242/jcs.240176
  48. Yamauchi K., Ikeda T., Hosokawa M. et al. Overexpression of nuclear receptor 5A1 induces and maintains an intermediate state of conversion between primed and naive pluripotency // Stem Cell Rep. 2020. V. 14. № 3. P. 506–519. https://doi.org/10.1016/j.stemcr.2020.01.012
  49. Ying Q.-L., Wray J., Nichols J. et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal // Nature. 2008. V. 453. № 7194. P. 519–523. https://doi.org/10.1038/nature06968

Дополнительные файлы


© В.К. Абдыев, А.Л. Риппа, Н.А. Аракелян, Е.А. Воротеляк, А.В. Васильев, 2023